La experimentación farmacológica en I+D de medicamentos

1º.- Acercar a los alumnos una panorámica general de la experimentación que en la actualidad se realiza en el área de la farmacología, así como de la aplicación que esta actividad tiene tanto en el ámbito de las ciencias biomédicas como en el campo de la industria farmacéutica.

2º.- Lograr que los alumnos valoren adecuadamente el papel que la farmacología experimental ocupa en la investigación y desarrollo de nuevos fármacos y su estrecha relación con otras facetas como el diseño de nuevas sustancias con actividad biológica, la síntesis química y la tecnología farmacéutica.

3º.- Conseguir que los alumnos sean capaces de estructurar y acometer correctamente el estudio experimental de los fármacos, adaptando o desarrollando la metodología más adecuada.

4º.- Contribuir a que los alumnos desarrollen su posterior actividad en el campo de la farmacología experimental observando de forma estricta las normas legales y los planteamientos éticos que deben estar presentes en cualquier faceta de la experimentación biológica.

Contenidos

1.- El reactivo biológico
2.- Experimentos con animal entero
3.- Experimentos con tejidos aislados
4.- Experimentos con células
5.- Experimentos con fracciones subcelulares y moléculas biológicas
6.- Inteligencia artificial y ensayos in silico en investigación farmacológica

Programa de clases expositivas / seminarios

1. El reactivo biológico: Requisitos de utilización y manipulación
1.1. Legislación europea, estatal y autonómica relativa a la producción/cría y manipulación de animales destinados a experimentación y fines docentes.
1.2. Animalarios / Estabulación: requisitos, inspección y plan de emergencias
1.3. Personal: requisitos para poder trabajar con animales de experimentación (acreditación / reacreditación / homologación)
1.4. Normativa USC. Comité de Bioética de la USC. CEBEGA
1.5. Estudios farmacológicos con reactivos biológicos: características, variabilidad, complejidad, grado de organización biológica…, tipos de estudio (in vivo, in vitro, ex vivo).

2. Experimentos con animal entero
2.1. Experimentos en animal entero no anestesiado (características, selección de animales…) y anestesiado (tipos de anestesia y anestésicos, procedimientos quirúrgicos…)

3. Estudios con tejidos aislados
3.1. Estudios farmacológicos con baño de órganos: características y condiciones importantes.
3.2. Tejidos líquidos: - Sangre y fraccionamiento de componentes. Estudios con las distintas fracciones: plasma, suero y distintos tipos celulares. - Protocolos de fraccionamiento y purificación de la sangre.

4. Experimentos con células
4.1. Cultivos celulares: - La sala de cultivo celular, condiciones de esterilidad y de cultivo de células animales y humanas. - Cultivo primario: aislamiento y purificación de células, condiciones experimentales
4.2. Sistemas de cultivo complejos: cultivo en 3D; cultivo en “organ-on-a-chip”.
4.3. Características y cultivo de células inmortalizadas. Transfección celular.
4.4. Medida del potencial de membrana y del flujo de iones a través de canales. Técnicas de medida. Análisis en células aisladas “single cell”.
4.5. Ensayos de microscopía: Visión e interpretación práctica de imágenes. "Machine Learning" en microscopía.

5. Experimentos con fracciones subcelulares y moléculas biológicas
5.1. Aislamiento de la membrana celular de células inmortalizadas. Estudios de binding. Elaboración de protocolos de ensayo.
5.2. Extracción de proteínas y de ARN a partir de células inmortalizadas. Métodos físicos y fisicoquímicos (cromatográficos).

6. Inteligencia artificial y ensayos "in silico" en investigación farmacológica
6.1. Inteligencia artificial: definición y limitaciones en investigación farmacológica.
6.2. Bases de datos y recursos en descubrimiento de fármacos.
6.3. Modelos predictivos in silico en farmacología.


Programa de clases prácticas

Práctica 1: Comunicación de Procedimientos
Práctica 2: Experimentos in vivo con animales no anestesiados (virtuales/reales). Descripción de los métodos y evaluación de la modificación de la actividad motora, memoria, etc.
Práctica 3: Experimento in vivo con animal anestesiado: simulación farmacología cardiovascular (descripción de la técnica quirúrgica y simulación de distintos fármacos).
Práctica 4: Cultivo de células endoteliales humanas
Práctica 5: Experimentación con células: experimentos funcionales (medidas de viabilidad y crecimiento; angiogénesis; migración celular; adhesión celular…).
Práctica 6: Células inmortalizadas. Medida del potencial de membrana y de flujos de iones a través de canales. Interpretación de los resultados.
Práctica 7: RT-qPCR (PCR cuantitativa en tiempo real empleando transcriptasa inversa).

La utilización de bibliografía especializada constituye un aspecto fundamental en el desarrollo de la asignatura, por lo que los alumnos deberán manejar asiduamente las publicaciones periódicas más relevantes del área de Farmacología y de Química Médica y consultar manuales de metodología científica. A continuación, se incluyen algunas de las revistas y de las monografías más habitualmente utilizadas:

Revistas:

Archiv der Pharmazie; Arzneimittel-Forschung; Biochemical Pharmacology; Bioorganic and Medicinal Chemistry; Bioorganic and Medicinal Chemistry Letters; British Journal of Pharmacology; European Journal of Medicinal Chemistry; European Journal of Pharmacology; Journal of Biological Chemistry, Journal of Medicinal Chemistry; Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics; Molecular Pharmacology; Naunyn-Schmiedeberg´s Archives of Pharmacology, PlosOne, Nature Protocols, Nature Genomics, Cell

Monografías:

- High throughput screening: methods and protocols. Ed. W.P. Janzen. Humana Press. 2002.
- Modern methods of drug discovery. Ed. A. Hillisch, R. Hilgenfeld. Birkhäuser. 2003.
- Receptor signal transduction protocols. Ed. G.B. Willars, R.A.J. Challis. Humana Press. 2004.
- Principles and techniques of biochemistry and molecular biology. Ed. K. Wilson, J. Walker. Cambridge University Press. 2005.
- High-throughput screening in drug discovery. Ed. J. Hüser. Wiley-VCH. 2006.
- Handbook of assay development in drug discovery. Ed. L.K. Minor. CRC Taylor & Francis. 2006
- Drug discovery and evaluation. Pharmacological assays. Ed. H.G. Vogel. Springer. 2008.
- Guidance on Good Cell Culture Practice (GCCP). Cell Culture Techniques p. 1-25 vol. 56. A. Bal-Price & S. Coecke. Springer. 2011
- Assay Guidance Manual [Internet]. Ed. G.S. Sittampalam, N. P. Coussens, K. Brimacombe, et al. Eli Lilly & Company and the National Center for Advancing Translational Sciences. 2012. Disponible desde: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK53196
- Good Cell Culture Practice for stem cells and stem-cell-derived models.
ALTEX. 2017;34(1):95-132. Pamies D et al.

- Manejar adecuadamente el material bibliográfico para documentarse sobre la metodología científica requerida en los estudios farmacológicos experimentales: CB1, CB5, CG1, CG3, CE1.
- Seleccionar correctamente la metodología más adecuada para el estudio de una actividad farmacológica dada: CB2, CG2, CG7, CE2.
- Realizar un esquema de un diseño experimental: CB2, CG2, CE4, CE5.
- Elaborar detalladamente un protocolo/procedimiento experimental: CB2, CB4, CG2, CG4, CG9, CE4, CE5.
- Analizar los resultados experimentales: CB3, CG1, CG5, CE10.
- Confeccionar un informe sobre un estudio experimental realizado: CB4, CG5, CG8, CG9, CE13, CE14.

La actividad docente se realizará de forma presencial y utilizando las plataformas oficiales de la USC: USC-Virtual (Moodle) y los programas de la suite Microsoft 365 (MS Teams, Forms, etc.). Los alumnos/as dispondrán de una versión electrónica de los contenidos de la asignatura.

Docencia teórico-práctica con clases expositivas, seminarios, prácticas y tutorías. A lo largo del desarrollo del curso los estudiantes deberán elaborar trabajos en equipo y también de forma individual.

El desarrollo y seguimiento de las clases expositivas, seminarios, prácticas y la realización de trabajos permitirá seguir de forma continuada tanto el esfuerzo realizado por los/as alumnos/as como el rendimiento alcanzado.

La calificación final será la suma del examen final de tipo teórico/práctico y de la evaluación continua.

a) Evaluación continua:

- Participación/implicación en las actividades docentes propuestas (20 %). Competencias evaluadas: CB1, CB2, CB3, CB4, CB5, CG1, CG2, CG3, CG4, CG5, CG7, CG8, CG9, CE1, CE2, CE4, CE5, CE10, CE113, CE14.

- Trabajo individual (20%). Los trabajos propuestos y realizados se tienen que subir a la sección correspondiente de la USC-Virtual en el plazo estipulado. Competencias evaluadas: CB1, CB2, CB3, CB4, CB5, CG1, CG2, CG3, CG4, CG5, CG7, CG8, CG9, CE1, CE2, CE4, CE5, CE10, CE113, CE14.

- Trabajo en equipo (20%). Los trabajos propuestos y realizados se tienen que subir a la sección correspondiente de la USC-Virtual en el plazo estipulado. Competencias evaluadas: CB1, CB2, CB3, CB4, CB5, CG1, CG2, CG3, CG4, CG5, CG7, CG8, CG9, CE1, CE2, CE4, CE5, CE10, CE113, CE14.
-

b) Examen final. El examen es complementario a la evaluación continua y obligatorio para todos los estudiantes.

- Examen práctico (20%). Consistirá en la elaboración/realización del diseño de un protocolo/procedimiento experimental. Competencias evaluadas: CB1, CB5, CB2, CB4, CG2, CG4, CG7, CG9, CE2, CE4, CE5.

- Examen teórico (20%). Se realizará un examen teórico que contendrá cuestiones de tipo descriptivo y/o tipo test.
Competencias evaluadas: CB3, CB4, CG1, CG5, CG8, CG9, CE10, CE13, CE14.

Cálculo de la nota final: La nota final global del curso se obtendrá de la suma de la puntuación obtenida en la evaluación continua y el examen final (práctico/teórico).

En el caso de realización fraudulenta de cualquier actividad evaluable será de aplicación lo recogido en la Normativa de evaluación y rendimiento académico de los estudiantes y de revisión de las calificaciones de la USC.

Los exámenes de la asignatura se realizarán de forma presencial o por vía telemática, en función de la situación sanitaria en la que nos encontremos y de acuerdo con lo que establezcan las autoridades sanitarias y académicas.

a) Trabajo presencial en el aula/laboratorio (horas)
- Clases expositivas 9 h
- Clases prácticas 6 h
- Seminarios 6 h
- Exámenes y revisión 4 h
Total horas de trabajo presencial en el aula/laboratorio: 25 h

b) Trabajo personal del alumno/a (horas)
- Estudio autónomo 25 h
- Realización de ejercicios u otros trabajos 25 h
Total horas de trabajo personal del alumno/a: 50 h

Total horas de trabajo (presencial + no presencial)
25 h + 50 h = 75 h = 3 ECTS

El curso se ha estructurado siguiendo una secuencia que facilitará la adquisición progresiva de conocimientos teóricos y habilidades por lo que es necesaria la participación a lo largo de su desarrollo.

El alumno/a dispondrá de contacto con el profesorado en todo momento, ya sea de forma presencial o mediante las herramientas de comunicación de la USC-Virtual (Moodle) o de la suite Microsoft 365 (MS Teams, etc.)

Asignatura optativa de 3 ECTS. La asignatura se impartirá en español/gallego y también se utilizarán recursos bibliográficos y programas informáticos en inglés y francés.